Introducción
Las levaduras son un grupo de microorganismos del dominio Eukarya que pertenecen al reino fungi (hongos microscópicos) y que exhiben perfiles nutricionales heterogéneos y una alta capacidad de sobrevivir en una extensa gama de hábitats (Shivaji & Prasad, 2009). Las levaduras colonizan una gran variedad de ecosistemas y están adaptadas a diferentes temperaturas, altitudes, sustratos y ubicaciones geográficas: así, es posible encontrar levaduras en glaciares, lagos salinos, aguas ácidas, suelo, aire y profundidades marinas (Starmer & Lachance, 2011).
En la biotecnología, las levaduras representan uno de los grupos de microorganismos más relevantes (Wolf, Breunig & Barth, 2003; Shivaji & Prasad, 2009). Desde hace milenios, la humanidad se ha beneficiado de estos hongos microscópicos, al emplearlos por ejemplo en la tradicional fermentación alcohólica y en la panificación. En años recientes, se ha estudiado la diversidad metabólica de las levaduras, revelando con ello numerosas posibilidades de desarrollo de aplicaciones biotecnológicas (Tabla I) (Beopoulos, Nicaud & Gaillardin, 2011; Johnson, 2012; Buzzini & Margesin, 2014).
Tabla I
Biotecnología de levaduras: productos y/o aplicaciones.
Desde el siglo XVII a la actualidad, el número de nuevas especies de levaduras descritas aumenta continuamente; no obstante, se han identificado menos del 1% de todas las especies existentes, ya que se conocen aproximadamente 1,600, lo que significa que el número esperado de éstas en la Tierra sería de alrededor de 160,000 (Lachance, 2006; Starmer & Lachance, 2011).
En las últimas décadas, los microbiólogos han puesto gran atención a las llamadas levaduras no convencionales (Wolf et al., 2003), de las cuales las levaduras adaptadas al frío pueden considerarse un porcentaje significativo, ya que los climas fríos con temperaturas inferiores a 5 °C representan más del 80% de los ambientes del mundo (Hassan, Rafiq, Hayat, Shah & Hasan, 2016). La mayoría de los hábitats fríos están representados por las capas de hielo y nieve árticas y antárticas, los suelos perma-congelados, los glaciares de alta montaña, el hielo marino y el agua de los océanos profundos.
En particular, la Antártica es un hábitat frío con 14 millones de km2, casi toda la superficie está cubierta de hielo y nieve (Holdgate, Ernest & Maitland, 1977). Los ecosistemas fríos de la Antártica están asociados frecuentemente con factores abióticos limitantes, como la baja disponibilidad de agua y nutrientes, alta presión hidrostática, alta irradiación solar y estrés oxidante, lo cual hace que los hábitats antárticos sean de los más agrestes e inhóspitos de la Tierra (Claridge & Campbell, 1977). Sin embargo, los estudios de biodiversidad y ecología microbiana han demostrado que la Antártica alberga enormes y diversos microbiomas adaptados al frío, que incluyen levaduras, hongos filamentosos, protistas y líquenes (Cameron, Kink & David, 1970; Bej, Aislabie & Atlas, 2010). De hecho, durante muchos años la Antártica ha sido el área geográfica preferida de los microbiólogos para estudiar la diversidad de microorganismos adaptados al frío, incluidas las levaduras (Shivaji & Prasad, 2009).
La presente revisión describe las principales características que definen a una especie de levadura como extremófila o extremotolerante, incluida su clasificación por temperatura de supervivencia y temperatura óptima de crecimiento. Asimismo, se describen algunas de las principales estrategias de adaptación al frío en las levaduras que habitan en la Antártica como son la biosíntesis de carotenoides y de lípidos, dos biomoléculas relevantes para la biotecnología.
Levaduras extremas
Las levaduras son un grupo heterogéneo de hongos microscópicos en términos de su taxonomía, fisiología y ecología, que hace difícil definir un nicho promedio “normal” o las condiciones favorables que permiten la proliferación de una levadura en términos generales. Los estudios sobre levaduras que habitan y proliferan en condiciones ambientales extremas como de temperatura, salinidad, pH, presión, oxigenación, disponibilidad de agua, nutrientes y la presencia de sustancias tóxicas, han aumentado considerablemente en las últimas dos décadas (Buzzini & Margesin, 2014, Raspor & Zupan, 2006; Buzzini, Turchetti & Yurkov, 2018). Una levadura puede considerarse como extremófila (i) si ha sido aislada en repetidas ocasiones de un hábitat extremo, (ii) si muestra capacidades fisiológicas que permiten superar el estrés ambiental del que fueron aisladas, y (iii) si tiene un crecimiento óptimo en el intervalo correspondiente a las condiciones encontradas en el hábitat extremo. Por su parte, las levaduras extremotolerantes son aquellas que crecen bajo condiciones físicas o químicas extremas sin alcanzar su crecimiento óptimo. El hecho de aislar o detectar una levadura en un ambiente extremo no significa que esta sea extremófila.
Temperaturas y clasificación de las levaduras
La temperatura es un factor importante que determina la tasa de crecimiento de un microorganismo y permite definir una clasificación térmica con base en su crecimiento óptimo (Morita, 1975). El intervalo de temperatura de crecimiento óptimo (TCópt) para diversas especies de levaduras mesófilas está entre los 20 y 25 °C (Figura 1) (Kurtzman, Fell, Boekhout & Robert, 2011). La temperatura de crecimiento máxima (TCmáx) en las levaduras es de 35 a 40 °C, aunque estas especies son escasas y raras; cuando su temperatura de crecimiento mínima (TCmín) es inferior a los 20 °C se les denomina “levaduras termotolerantes” (Péter, Takashima & Čadež, 2017). Aún así, se han identificado algunas que logran proliferar entre los 45 y 50 °C, a estas especies se les denomina “levaduras termofílicas” (Maheshwari, Bharadwaj & Bath, 2000). Mientras que a las que proliferan con éxito en ambientes fríos son conocidas como “levaduras psicrofílicas o psicrotolerantes”. Las levaduras psicrofílicas tienen una TCópt de 15 °C, una TCmáx de 20 °C y una TCmín de 0 °C. En cambio, las psicrotolerantes pueden crecer a 0 °C, pero su TCópt está entre los 20 y 30 °C (Van Uden, 1985; Raspor & Zupan, 2006); es decir proliferan en un intervalo de temperatura amplio, lo que permite encontrarlas en muchos hábitats fríos, ya que resisten grandes cambios de temperatura (Feller & Gerday, 2003).
Las levaduras psicrofílicas pueden considerarse microorganismos extremófilos, ya que están adaptadas no sólo a bajas temperaturas, sino también a otros factores ambientales, como altas presiones, baja disponibilidad de nutrientes y/o agua y alta exposición a la radiación de luz ultravioleta (UV) (Friedmann, 1982; Margesin & Miteva, 2011). En gran medida se desconocen los mecanismos moleculares y evolutivos que poseen estas levaduras para sobrevivir a los distintos tipos de estrés en hábitats extremos. Aunque la mayoría de las investigaciones que han tratado de descifrar las bases moleculares de la fisiología de las levaduras psicrofílicas se basan en estudios de levaduras modelo que no cuentan con adaptaciones al frío y/o respuestas a condiciones extremas, se sabe que bajo 0 °C algunas levaduras consumen glucosa y acumulan intermediarios del ciclo de Krebs, acetilCoA, ácido láctico, aminoácidos aromáticos, y poliamidas, sacrificando ATP y en consecuencia elevando la concentración de ADP y AMP (Inouye & Phadtare, 2013; Tsuji, 2016). Recientemente, se describieron cambios en la metilación del DNA y por tanto, en la expresión de ciertos genes involucrados en la síntesis de proteínas y el transporte de quitina entre levaduras psicrófilas y psicrotolerantes del género Naganishia (Turchetti, Marconi, Sannino, Buzzini & Albertini, 2020). Estos patrones diferenciales de metilación podrían ser la base para comprender los fundamentos moleculares de la adaptación de las levaduras al frío, pero se requieren realizar estudios de transcriptómica para confirmarlo.
Figura 1
Clasificación de las levaduras según su crecimiento y temperatura. La curva de crecimiento de las psicrofílicas se indica en azul oscuro (TCmín = 0 °C, TCópt = 15 °C y TCmáx = 20 °C), las psicrotolerantes en azul claro (TCmín = 0 °C, TCópt = 20 - 30 °C y TCmáx ≥ 30 °C), las mesófilas en verde (TCmín≥ 20 °C, TCópt = 20 - 25 °C, TCmáx ≥ 25 °C) y las termotolerantes en naranja (TCmín = 20 °C, TCópt = 35 - 40 °C y TCmáx ≥40 °C). Elaboración personal.
Levaduras pigmentadas y estrés oxidante: Biosíntesis de carotenoides
Es probable que una de las adaptaciones más relevantes de los organismos vivos, sea el contrarrestar el daño que provoca la radiación UV. La mayoría de los organismos tienen diferentes mecanismos y compuestos para detectar la radiación UV, con el fin de prevenir un posible daño. Para contrarrestar el daño por este tipo de radiación, muchas levaduras producen compuestos fotoprotectores. Los principales grupos de compuestos fotoprotectores en levaduras adaptadas al frío son los carotenoides y las micosporinas: la presencia de estos fotoprotectores en diversas levaduras es un signo de su capacidad para evitar o minimizar el daño que puede causar la radiación UV (Buzzini & Margesin, 2014).
Los carotenoides o tetraterpenoides, son pigmentos orgánicos formados por una cadena de cuarenta carbonos que se produce por la condensación sucesiva de ocho unidades de isopreno (Britton, 1995). El esqueleto básico de los carotenoides puede modificarse mediante: hidrogenación y deshidrogenación de la cadena, por reacciones de ciclación, procesos de isomerización, la incorporación de oxígeno o a través de la combinación de las modificaciones mencionadas, lo que da por resultado la síntesis de diferentes carotenoides. En este sentido, se sabe que las levaduras de los géneros Bannoa, Cryptococcus, Cystofilobasidium, Dioszegia, Erythrobasidium, Lalaria, Occutilfur, Phaffia (Xanthophyllomyces), Rhodosporidium, Rhodotorula, Saitoella, Sakaguchia, Sporidiobolus, Sporobolomyces y Taphrina producen carotenoides (Peterson, Evans, Lecce, Bell & Etchells, 1958; Simpson, Nakayama & Chichester, 1964; Margalith & Meydav, 1968; Nam, Cho & Rhee, 1988; Martelli & da Silva, 1993; Perrier, Dubreucq & Galzy, 1995; Madhour, Anke, Mucci, Davoli & Weber, 2005). Los estudios pioneros se llevaron a cabo en la década de los cincuenta del siglo XX, cuando se identificó la presencia de cuatro carotenoides: torularrodina, toruleno, γ-caroteno y β-caroteno distribuidos en distintas proporciones en varias levaduras (Nakayama, Mackinney & Phaff, 1954; Peterson, Bell, Etchells & Smart Jr., 1954; Simpson et al., 1964).
Por otra parte, el papel principal de los carotenoides en las levaduras es contrarrestar las especies reactivas del oxígeno (ROS), ya que estos compuestos coloridos tienen propiedades antioxidantes (Britton, 2008). Las ROS como el anión superóxido (O2˙-), se pueden generar en las células cuando el oxígeno (O2) se reduce en un solo electrón en la síntesis de ATP mitocondrial durante la respiración. El O2˙- también se puede producir a través de la enzima nicotinamida adenina dinucleótido fosfato oxidasa, cuando la célula utiliza NADPH citosólico como donante de electrones para reducir el O2 extracelular a O2˙-. Otras ROS (OH˙, OH2˙, CO3˙-, NO2˙ y NO3˙) pueden derivarse de la reacción entre O2˙- y óxido nítrico. El peróxido de hidrógeno (H2O2) se puede generar a partir de O2˙- mediante la enzima superóxido dismutasa. El H2O2 se puede convertir en agua (H2O) mediante las siguientes enzimas: catalasa, glutatión peroxidasa y peroxirredoxina. El H2O2 también se puede convertir en el radical hidroxilo (OH˙) mediante la reacción de Fenton/ Haber-Weiss. Las concentraciones de las ROS fluctúan moderadamente regulando las funciones celulares, mientras que las altas concentraciones de ROS pueden provocar daño celular, generando una condición llamada estrés oxidante (Jamieson, 1998; Morano, Grant & Moye-Rowley, 2012). Los carotenoides protegen contra las altas concentraciones de ROS y la radiación UV, debido a que varios de ellos están asociados a los lípidos de membrana, permitiendo aumentar su permeabilidad y tolerancia durante cambios de temperatura, oxidación y radiación UV (Lampila, Wallen & Bullerman, 1985; Britton, 1995, 2008; Schroeder & Johnson, 1995a; 1995b; Johnson & Schroeder, 1995). La eficacia de estos pigmentos para contrarrestar el estrés oxidante está relacionada con el número de dobles enlaces conjugados en el carotenoide, los cuales determinan su estado energético de excitación. La irradiación produce en el caroteno un estado excitado de triplete cercano al del oxígeno triplete, lo que permite la transferencia de energía del oxígeno al β-caroteno u otros carotenoides similares, sin que se modifique su estructura, evitando así reacciones de oxidación. La energía transferida se disipa por interacción con el solvente circundante, por lo que el carotenoide regresa a su estado fundamental (Reis-Mansur et al., 2019), al volver al estado desactivado puede interactuar (resonar) con el oxígeno singulete (1O2) activado por la energía. La interacción del H2O2 con los carotenoides produce un aducto químico, que da por resultado la ruptura de la estructura del polieno y la posterior pérdida del carotenoide. Respecto a la fotoprotección, los carotenoides absorben luz en el rango visible, sin embargo, hay carotenoides como el fitoeno que sólo contiene tres dobles enlaces conjugados en su estructura, mientras que el fitoflueno tiene cinco dobles enlaces, permitiendo absorber en el rango de UVB y UVA (Wilhelm & Helmut, 2012). Además de la importancia biológica de los carotenoides, el interés por estos pigmentos aumenta debido a que representan un grupo de biomoléculas con aplicaciones biotecnológicas para la industria farmacéutica, química y alimentaria (Ausich, 1997).
La biosíntesis de los carotenoides en distintas especies de levadura se ha estudiado intensamente, uno de los géneros que se ha analizado con mayor profundidad es Rhodotorula. De hecho, se descubrió que distintas especies del género Rhodotorula (R. minuta, R. glutinis, R. graminis, R. mucilaginosa y Rhodotorula sp. nov.) tienen perfiles similares de torularrodina, toruleno, γ-caroteno y β-caroteno (Villoutreix, 1960; Buzzini et al., 2007), confirmando que la vía de síntesis de los carotenoides es similar o está conservada en este género (Landolfo et al., 2018; Kot, Błażejak, Gientka, Kieliszek & Bryś, 2018). Se han diseñado diferentes estrategias para incrementar la producción de carotenos en Rhodotorula spp, la que ha tenido resultados más espectaculares fue la realizada por Bhosale & Gadre en 2001, quienes mediante mutagénesis utilizando radiación UV, lograron incrementar 15 veces la producción de carotenos totales en R. glutinis (Bhosale & Gadre, 2001); otros autores han utilizado nitrosoguanidina, alta presión, luz UV y agentes mutagénicos y radiación UVC, logrando incrementos de 0.6 a 6 veces mayor producción de distintos carotenoides (Wang, Sun, Han & Wu, 2007; Wang, Liu, Wang & Lv, 2012; Nasradabi & Razavi, 2011; Villarreal, et al., 2016. También se ha intentado elevar la producción utilizando inductores como luz blanca, tiamina, riboflavina, aceite de soya y jugo de tomate (Sakaki, Nakanishi, Komemushi, Namikawa & Miki, 2001; Wang, Sha & Wang, 2016) logrando incrementos en la producción de β-caroteno de 1-2 veces y sustratos de desecho o bajo costo como suero, salvado de arroz, residuos de plumas de aves, medio de papa, aceite de algodón y residuos de glicerol (Marova et al., 2012; Husseiny, Abdelhafez, Ali & Sand, 2017; Taskin, Sisman, Erdal & Kurbanoglu, 2011; Aksu & Eren, 2005; Petrik, Marova, Haronikova, Kostovova & Breierova, 2013), con un rendimiento de entre 1.5 a 13 veces, dependiendo de la especie de Rhodotorula y el medio. La producción de carotenoides inicia tempranamente en la vía clásica del mevalonato (MVA) hasta formar pirofosfato de isopentenilo (IPP) (Disch & Rohmer, 1998). La vía de biosíntesis de los carotenoides comienza con una serie de condensaciones sucesivas de unidades de isoprenoides, hasta formar el primer carotenoide incoloro, denominado fitoeno, que pierde hidrógenos hasta formar el neurosporano (color naranja) y el licopeno (color rojo). Se han descrito dos vías de ciclación independientes a partir del licopeno, que conducen a la formación de γ-caroteno y toruleno, que originan torularrodina y β-caroteno (color amarillo), respectivamente, y de este último derivan los apocarotenoides (Disch & Rohmer, 1998; Landolfo et al., 2018; Tang, Wang, Zhang, Cai & He, 2019). En la Figura 2 se observa la vía de MVA y la biosíntesis de carotenoides en el género Rhodotorula. En la levadura R. mucilaginosa, las enzimas fitoeno sintasa/licopeno ciclasa, fitoeno desaturasa y carotenoide dioxigenasa están codificadas respectivamente por los genes CAR2, CAR1 y CAR0 (también conocidos como crtIYB, crtI y crtS) (Landolfo et al., 2018; Tang et al., 2019). La mayoría de las enzimas involucradas en la biosíntesis de torularrodina ya han sido identificadas (Buzzini & Margesin, 2014). Las levaduras del subfilo Pucciniomycotina (Basidiomycota) están asociadas con la producción de torularrodina, principalmente aquellas que pertenecen al género Rhodotorula que incluyen varias especies que habitan en ambientes fríos (R. mucilaginosa, R. colostri, R. glutinis, entre otras) (Davoli, Mierau & Weber, 2004; Buzzini et al., 2007).
Figura 2
Esquema de la vía del mevalonato y de la biosíntesis de carotenoides en las levaduras del género Rhodotorula. Los metabolitos de ambas vías se indican en letras grises, mientras que los puntos de conexión con otras vías se señalan con flechas grises y letras negras. Las abreviaturas corresponden a las siglas en inglés de 3-hidroxi-3-metilglutaril-CoA (HMG-CoA), mevalonato (MVA), mevalonato5-fosfato (MVA-P), mevalonato-5-pirofosfato (MVA-PP), isopentenilpirofosfato (IPP), dimetilalil pirofosfato (DMAPP), geranil pirofosfato (GPP), farnesil pirofosfato (FPP) y geranilgeranil pirofosfato (GGPP). Las flechas continuas azules (vía de MVA) y negras (biosíntesis de carotenoides) representan cada paso catalítico, mientras que las flechas discontinuas indican varios pasos catalíticos. Los nombres de los principales genes que participan en la biosíntesis de carotenoides se indican con mayúsculas y cursivas (CAR2, CAR1 y CAR0). El estrés oxidante puede generarse por la respiración celular, la radiación ultravioleta (UV), entre otros. La acumulación de ROS puede desencadenar un incremento en la producción de carotenoides (flechas negras) en especies del género Rhodotorula. Elaboración personal.
La cantidad y perfil de cada pigmento depende de distintos factores abióticos (luz, relación de la fuente de carbono/ nitrógeno, temperatura, oxigenación, metales, iones, ROS y radiación UV) (Hayman, Yokoyama, Chichester & Simpson, 1974; Johnson & Lewis, 1979; Frengova, Simova & Beshkova, 1995; Bhosale & Bernstein, 2004, 2005; Aksu & Eren, 2005; Frengova & Beshkova, 2009). Asimismo, las condiciones de acidez o alcalinidad (pH) juegan un papel importante en la acumulación de los pigmentos (Johnson & Lewis, 1979).
Levaduras oleaginosas y biodiésel: biosíntesis de lípidos
Las levaduras oleaginosas como materia prima alternativa tienen un uso potencial en la producción de biodiésel y constituyen una opción para sustituir la producción de combustible de primera y segunda generación, que emplean petróleo y aceite vegetal como fuente primaria, debido a que estos microorganismos pueden acumular más del 20% de su peso seco en forma de lípidos totales (Angerbauer, Siebenhofer, Mittelbach & Guebitz, 2008; Poli et al., 2013; Sitepu et al., 2014).
La biosíntesis de lípidos se incrementa en condiciones limitadas de nitrógeno y los perfiles de ácidos grasos pueden variar entre cada especie (Tabla II) (Pan & Rhee 1986; Czabany, Athenstaedt & Daum, 2007; Liu & Zhao, 2007; Zhao, Kong, Hua, Feng & Zhao, 2008; Li, Du & Liu, 2008; Azócar, Ciudad, Heipieper & Navia, 2010; Ageitos, Vallejo, Veiga-Crespo & Villa, 2011; Papanikolaou & Aggelis, 2011). En ausencia de nitrógeno, el flujo de carbono (glucosa) se canaliza principalmente hacia la biosíntesis de triacilgliceroles (TAGs) a través de enzimas como la ATP-citrato liasa (ACL), la acetil-CoA carboxilasa (ACC1), la ácido graso sintasa 1 y 2 (FAS1 y FAS2) y la enzima málica (ME) (Nielsen, 2009; Tehlivets, Scheuringer & Kohlwein, 2007; Tang, Lee & Chen, 2015), que luego son almacenados en los cuerpos lipídicos (Figura 3) (Ratledge, 2008; Ageitos et al., 2011; Pomraning et al., 2016; Hagiwara et al., 2016; Fakas, 2016). Los ácidos grasos de los TAGs que sintetizan las levaduras oleaginosas son similares a los ácidos grasos insaturados de los aceites vegetales que se utilizan en la elaboración de biodiésel, lo cual sustenta que los TAGs de las levaduras oleaginosas son una fuente renovable y alterna a la producción de biodiésel para las siguientes décadas (Papanikolaou, Chevalot, Komaitis, Aggelis & Marc, 2001; Papanikolaou, Muniglia, Chevalot, Aggelis & Marc, 2003; Papanikolaou & Aggelis, 2011; Li et al., 2008; Beopoulos et al., 2011).
Tabla II
Perfil relativo de los ácidos grasos (%) de varias levaduras oleaginosas cultivadas en diferentes condiciones.
| Levaduras oleaginosas | C16:0 | C18:1 | C18:2 | Referencias |
|---|---|---|---|---|
| Rhodotorula glutinis R4 (MM-N) | 16.78 | 57.64 - 61.60 | 11.64 - 13.24 | Maza et al., 2020 |
| R. glacialis R15 (MM-NAG) | 23.57 - 26.53 | 39.48 - 52.59 | 7.41 - 20.11 | Viñarta et al., 2020 |
| R. glutinis R4-R48 (MM-NAG) | 21.16 - 27.40 | 36.32 - 45.31 | 17.66 - 25.24 | |
| R. glacialis R15 (MM-N) | 6.81 | 29.26 | 40.88 | Viñarta et al., 2016 |
| R. glutinis R4-R48 (MM-N) | 6.93 - 12.38 | 26.41 - 37.59 | 31.21 - 57.59 | |
| R. toruloides CBS14 (MM-N) | 21.6 | 50 | 11 | Wiebe, Koivuranta, Penttilä & Ruohonen, 2012 |
| R. gracilis (MM-N) | 21.8 | 56.1 | 5.1 | Choi, Ryu & Rhee, 1982 |
| Debaryomyces etchellsii (MM-N) | 18.4 | 38.8 | 27.3 | Arous et al., 2015 |
| Debaryomyces hansenii Y1448 (MRG) | 23.7 | 50.1 | 2.5 | Merdinger & Devine, 1965 |
| Ustilago maydis ATCC FB2 (MM-N) | 45 | 5 | 42 | Romero-Aguilar et al., 2017 |
| U. maydis ATCC FB2 (MRG) | 23 | 12 | 43 | |
| U. maydis ATCC FB2 (MM+Nit) | 24 | 25 - 29 | 40 | |
| Cryptococcus sp. SM5S05 (MM-N) | 22.5 - 23 | 56.7 - 57.5 | 6.9 - 7.7 | Chang et al., 2015 |
| Picchia pastoris (MM-N) | 12 | 40 | 22 | Ivashov et al., 2013 |
| Yarrowia lipolytica (MRG) | 22.1 | 52.5 | 11.5 | Athenstaedt et al., 2006 |
| Y. lipolytica (MMAO) | 4.1 | 77 | 6.6 | |
| Candida 107 (MMG-lim) | 20.4 | 39.8 | 23.7 | Gill, Hall & Ratledge, 1977 |
[i] Entre paréntesis se indican los medios utilizados para el cultivo de cada levadura. Medio mínimo (MM), MM con condiciones limitadas de nitrógeno (MM-N), medio con altas concentraciones de glucosa (MAG), MM-N con altas concentraciones de glucosa (MM-NAG), medio rico con glucosa (MRG), MM con ácido oleico (MMAO), MM con nitratos (MM+Nit), MM con condiciones limitadas de glucosa (MMG-lim).
Figura 3
Esquema de la vía de biosíntesis de lípidos en las levaduras oleaginosas. Los metabolitos se señalan en letras grises. Las abreviaturas corresponden a las siglas en inglés del ácido oxaloacético (OAA), mevalonato (MVA), dihidroxiacetona fosfato (DHAP), acil-dihidroxiacetona fosfato (Acil-DHAP), glicerol-3-fosfato (Gro-3P), ácido lisofosfatídico (LPA), ácido fosfatídico (PA), diacilglicerol (DAG), triacilglicerol (TAG), glucosa-6-fosfato (Gluc-6P), CDP-diacilglicerol (CDP-DAG), fosfatidilcolina (PC) y fosfatidilinositol (PI). Las flechas discontinuas indican varios pasos catalíticos. En condiciones de estrés oxidante se generan ROS, que pueden incrementar la producción de TAGs vía Gro-3P/LPA/PA/DAG (flechas rojas). En condiciones limitadas de nitrógeno (Lim-N), el citrato de la mitocondria (Mito, verde claro) se transloca al citosol a través de la lanzadera de citrato/malato (óvalo verde oscuro), lo cual incrementa la poza de acetil-CoA y NADPH a partir del citrato que opera en el citosol, potencializando la biosíntesis de TAGs (flechas verdes). Los principales genes que participan e inician la biosíntesis de TAGs en Lim-N se indican con mayúsculas y cursivas (ACL, ACC1, FAS1/2 y ME). Los TAGs acumulados por ambas vías se incorporan en los cuerpos lipídicos (LB) de la célula. Elaboración personal.
Sin embargo, aunque se han descrito más de 70 levaduras oleaginosas y de algunas de ellas se conoce su contenido y el perfil de lípidos (Kaneko, Hosohara, Tanaka & Itoh, 1976; Meng et al., 2009; Garay et al., 2016), aún no es posible utilizar a estos microorganismos como materia prima en la producción de biodiésel a nivel industrial, ya que la obtención de biomasa es altamente costosa cuando las levaduras oleaginosas son cultivadas con glucosa como fuente de carbono (Koutinas, Chatzifragkou, Kopsahelis, Papanikolaou & Kookos, 2014). Ante esta problemática, es importante identificar levaduras oleaginosas capaces de utilizar fuentes de carbono alternativas que promuevan la biosíntesis de lípidos y la producción de biomasa microbiana (Papanikolaou & Aggelis., 2002; Finogenova, Morgunov, Kamzolova & Chernyavskaya, 2005; Taccari, Canonico, Comitini, Mannazzu & Ciani, 2012; Xie, 2017). Los géneros más comunes entre las levaduras oleaginosas son Yarrowia, Candida, Rhodotorula, Rhodosporidium, Cryptococcus, Trichosporon y Lipomyces (Ageitos et al., 2011; Duarte, de Andrade, Ghiselli & Maugeri, 2013; Poli et al., 2013). Por lo tanto, uno de los mayores retos en este tema es entender la fisiología y los mecanismos moleculares durante la síntesis y acumulación de TAGs de las levaduras oleaginosas con potencial biotecnológico. Por consiguiente, será indispensable que en los siguientes años se identifiquen nuevas cepas oleaginosas, capaces de asimilar fuentes de carbono renovables y económicas, así como desarrollar estrategias basadas en la evaluación de distintas condiciones de crecimiento y/o tipos de estrés que permitan incrementar la producción de TAGs y de biomasa simultáneamente y/o modificar las vías de biosíntesis mediante ingeniería genética, lo cual, en conjunto, facilitará utilizar a las levaduras como materia prima alternativa para la producción de biodiésel de manera rentable, considerando el hecho de que el metabolismo de los lípidos es influenciado notablemente por el estrés oxidante (Figura 3) (Shi et al., 2017).
La importancia de las levaduras oleaginosas de la Antártica: el caso específico del género Rhodotorula
Los hongos de la Antártica exhiben comunidades complejas que pueden sobrevivir bajo condiciones ambientales extremas, incluyendo la deshidratación, ciclos de congelación y descongelación, baja disponibilidad de nutrientes, estrés osmótico y oxidante e irradiación UV (Fell, Scorzetti, Connell & Craig, 2006; Gonçalves, Vaz, Rosa & Rosa, 2012). Los principales phyla fúngicos que habitan en la Antártica son Ascomycota, Basidiomycota, Zygomycota, Chytridiomycota, Glomeromycota, Oomycetes y Mycetozoa (Bridge & Spooner, 2012). En las últimas décadas, los estudios fúngicos en la Antártica se han centrado principalmente en la identificación y el análisis de la biodiversidad de hongos que están presentes en los suelos, el hielo y los lagos. Las técnicas moleculares de secuenciación de las regiones variables [D1/D2 del gen de DNA ribosómico (rDNA) 26S, 18S, 5.8S y el gen de rDNA de las subunidades pequeñas mitocondriales, así como los espaciadores internos que se transcriben (ITS) y los fragmentos de restricción de longitud polimórfica (RFLP)] han contribuido enormemente tanto en la identificación de nuevas especies, así como a verificar las que fueron erróneamente clasificadas durante el pasado (Fell, Boekhout, Fonseca, Scorzetti & Statzell-Tallman, 2000; Kurtzman et al., 2011). Los estudios tradicionales de secuenciación de las regiones variables y la secuenciación de nueva generación que incluye el análisis de metagenomas, han permitido identificar nuevas especies de levaduras en distintos hábitats terrestres de la Antártica (Carrasco et al., 2012; Baeza, Barahona, Alcaíno & Cifuentes, 2017). Actualmente, la academia y la industria tienen gran interés en el estudio de las levaduras de la Antártica, ya que representan un enorme potencial biotecnológico debido a su capacidad distintiva de crecer y metabolizar a bajas temperaturas. La adaptabilidad fisiológica de estas levaduras ha permitido la producción de pigmentos, lípidos, metabolitos secundarios, enzimas activas en frío, proteínas de choque térmico, membranas celulares con alto grado de ácidos grasos insaturados, etc (Buzzini & Margesin, 2014; Alcaíno, Cifuentes & Baeza, 2015; Barahona et al., 2016; Buzzini et al., 2018).
Se sabe que la temperatura define el grado de fluidez de la membrana celular mediante cambios en la concentración de ácidos grasos (Rilfors & Lindblom, 2002). Al aumentar la temperatura, los organismos termófilos ajustan la concentración de ácidos grasos saturados logrando mantener una fluidez óptima (Arthur & Watson, 1976). Sin embargo, para prosperar con éxito en hábitats con bajas temperaturas, los organismos psicrofílicos tienen adaptaciones estructurales y funcionales, entre ellas destacan la producción y acumulación de ácidos grasos poliinsaturados (Buzzini & Margesin, 2014).
La Antártica posee una fuente importante de levaduras oleaginosas, con adaptaciones que permiten acumular cantidades considerables de lípidos con interés biotecnológico a temperaturas entre los 15 y 25 °C (Rossi et al., 2009; Amaretti et al., 2010; Viñarta et al., 2016). Recientemente, se reportó que algunas levaduras aisladas del suelo de la Antártica contienen un alto porcentaje de ácido linoleico (omega-6) y oleico (omega-9), sugiriendo que estos microorganismos podrían tener un uso potencial en la producción de lípidos con valor comercial (Villarreal et al., 2018; Maza, Viñarta, Su, Guillamón & Aybar, 2020). Entre las levaduras oleaginosas de la Antártica, destacan las especies pertenecientes al género Rhodotorula, las cuales son excelentes productoras de ácidos grasos en forma de TAGs (Tabla II). De hecho, ya se ha considerado que los TAGs de algunas cepas de Rhodotorula podrían resultar de gran utilidad como materia prima alternativa para la producción de biodiésel (Viñarta et al., 2016; Viñarta, Angelicola, Nieuwenhove, Aybar & de Figueroa, 2020; Maza et al., 2020). A pesar de que el género Rhodotorula se encuentra en varios ambientes, existen pocos estudios comparativos entre especies psicrofílicas y/o psicrotolerantes provenientes de distintos hábitats. Además, son escasos los estudios enfocados a investigar la capacidad de acumulación de ácidos grasos entre especies de Rhodotorula aisladas de la Antártica. Asimismo, se desconocen las redes de genes y se sabe poco sobre las vías que participan en el metabolismo de lípidos de novo, debido a que la mayoría de los estudios están basados en la levadura convencional Saccharomyces cerevisiae, la cual no cuenta con adaptaciones de condiciones de hábitats fríos y extremos.
En general, algunas levaduras antárticas oleaginosas del género Rhodotorula, pueden considerarse como fábricas celulares de lípidos con potencial biotecnológico, pero se requieren estudios más enfocados al metabolismo de las levaduras adaptadas al frío, que conduzcan a la comprensión de las vías y los mecanismos moleculares de la biosíntesis y acumulación de lípidos. Considerando todo lo anterior, las levaduras antárticas oleaginosas del género Rhodotorula, representan un buen modelo de estudio para aportar nuevo conocimiento y desarrollar novedosas aplicaciones con interés biotecnológico, como la producción de biodiésel.
Conclusiones
Los ecosistemas agrestes y fríos de la Antártica albergan una gran diversidad de levaduras, entre ellas destacan las psicrofílicas y las psicrotolerantes. Las levaduras antárticas tienen vías metabólicas de biosíntesis de carotenoides y lípidos, que les permiten adaptarse a condiciones extremas como a la exposición de altas concentraciones de ROS y un alto índice de radiación UV. Los pigmentos y lípidos producidos por algunas levaduras antárticas del género Rhodotorula son valiosos para la industria farmacéutica, química, alimentaria y energética, por ello se les considera el tesoro biotecnológico de la Antártica.
